Ácido-alcohol resistente

Qué es la propiedad ácido-alcohol resistente

La acidorresistencia es una propiedad de tinción, no una entidad clínica. Define a un grupo reducido de bacterias cuya pared celular retiene la fucsina básica —el colorante rojo empleado en microbiología— incluso después de someter la preparación a un decolorante muy agresivo: una mezcla de alcohol y ácido (clásicamente alcohol etílico al 70 % con ácido clorhídrico, o bien ácidos minerales diluidos como el nítrico o el sulfúrico). En el microscopio, las bacterias acidorresistentes aparecen como bastones rojo intenso sobre un fondo azul de contraste, normalmente azul de metileno. Las demás bacterias, que sí se decoloran, quedan invisibles o tenuemente azules.

El Diccionario de la lengua española recoge el término como acidorresistente en una acepción biológica restringida al bacilo —"que, después de coloreado por la fucsina básica, no se decolora por la acción de un ácido mineral, nítrico o sulfúrico, diluido; p. ej., el de la tuberculosis"— y data su primera documentación lexicográfica en español en el Diccionario de Ciencias Médicas de Cardenal, de 1918. La forma compuesta "ácido-alcohol resistente", que añade explícitamente el alcohol al decolorante, se ha generalizado en la literatura microbiológica del siglo XX y es la expresión que figura habitualmente en informes de laboratorio. En la práctica diaria, las siglas BAAR (bacilos ácido-alcohol resistentes) y AFB (acid-fast bacilli, en inglés) se usan como sinónimos.

Etimológicamente, el término combina tres piezas. "Ácido" procede del latín acidus, "agrio, cortante", de la misma raíz que acer, "afilado". "Alcohol" llegó al español desde el árabe hispánico kuḥúl (de donde el árabe clásico kuḥl), nombre del polvo finísimo de antimonio que se aplicaba para oscurecer las pestañas; la voz pasó a designar primero cualquier sustancia obtenida por sublimación o destilación, luego en exclusiva el etanol. "Resistente" es el participio de presente del latín resistere, "oponerse, mantenerse firme". El término clínico nace, por tanto, de una observación de laboratorio: una bacteria que se mantiene firme frente al ácido y al alcohol.

La pared celular como base bioquímica

El responsable directo de la acidorresistencia es el ácido micólico, un tipo de ácido graso de cadena muy larga —entre 60 y 90 átomos de carbono, según la especie— que se ancla covalentemente a la pared celular de las micobacterias. La pared no es simplemente una capa de peptidoglicano, como en una bacteria grampositiva clásica, sino una arquitectura compleja: sobre el peptidoglicano se monta un polímero de arabinosa y galactosa (el arabinogalactano) y a este se esterifican los ácidos micólicos, formando una auténtica envoltura cerosa. A esa envoltura se asocian además otros lípidos libres, como el dimicolato de trehalosa, conocido en su día como cord factor. El conjunto puede llegar a representar más del 40 % de la masa total de la pared.

Esa cera bacteriana —el término no es metafórico, la consistencia es realmente cérea— actúa como barrera hidrofóbica. Los colorantes acuosos habituales, como el cristal violeta de la tinción de Gram, no atraviesan bien esa capa, motivo por el cual las micobacterias se tiñen mal con métodos convencionales. Para forzar la entrada de la fucsina hay que calentar la preparación (clásicamente, hasta emisión de vapores) o emplear surfactantes que aumenten la permeabilidad. Una vez dentro, sin embargo, el colorante queda atrapado en el entramado lipídico y los decolorantes ácido-alcohólicos no logran extraerlo. De ahí el nombre.

No todas las acidorresistencias son iguales. Las micobacterias son fuertemente acidorresistentes: aguantan decolorantes muy agresivos sin perder el color. Nocardia y Rhodococcus son parcialmente acidorresistentes —solo soportan decolorantes más suaves, como ácido sulfúrico diluido sin alcohol—, y por eso se les aplica una variante atenuada de la técnica, la tinción de Kinyoun en frío. Esta gradación tiene una traducción microbiológica directa: a más ácido micólico y de cadena más larga, mayor acidorresistencia.

Microorganismos con la propiedad

El catálogo de bacterias ácido-alcohol resistentes es corto. El grupo principal son las micobacterias, que reúnen a varios cientos de especies pero solo una decena con peso clínico real. Entre ellas destacan dos: Mycobacterium tuberculosis, agente de la tuberculosis humana, y Mycobacterium leprae, responsable de la lepra o enfermedad de Hansen. A su lado existe un conjunto heterogéneo de micobacterias no tuberculosas —ambientales, oportunistas— como las del complejo M. avium, M. kansasii, M. marinum, M. abscessus o M. chelonae, presentes en aguas, suelos y biopelículas, y capaces de producir infecciones pulmonares, cutáneas o diseminadas en pacientes con factores predisponentes.

Fuera del género Mycobacterium, la propiedad aparece en bacterias filogenéticamente próximas. Los géneros Nocardia, Rhodococcus, Gordonia y Tsukamurella contienen ácidos micólicos más cortos y muestran acidorresistencia parcial. Entre los protozoos parásitos, los coccidios intestinales (Cryptosporidium, Cyclospora, Isospora) se comportan también como acidorresistentes en la tinción, aunque por motivos químicos distintos. Y hay un detalle que sorprende a más de un estudiante: las esporas de algunos bacilos grampositivos, como las de Bacillus o Clostridium, dan también una reacción acidorresistente débil, atribuible a su cubierta proteica.

De Ehrlich a Ziehl y Neelsen

La historia de la acidorresistencia empieza en una sala de Berlín. El 24 de marzo de 1882, Robert Koch presentó ante la Sociedad de Fisiología su descubrimiento del bacilo de la tuberculosis. Entre los asistentes estaba Paul Ehrlich, futuro Nobel y por entonces joven médico aficionado a las técnicas de coloración, que pidió a Koch un cultivo para intentar teñirlo por su cuenta. Apenas cinco semanas después, el 1 de mayo de 1882, Ehrlich presentaba su propio método: fucsina o violeta de genciana disueltas en agua de anilina, seguidas de decoloración con ácido nítrico y contraste con azul de metileno. Era la primera tinción diferencial capaz de aislar visualmente el bacilo del fondo tisular.

Ehrlich había acuñado, sin proponérselo, el concepto bioquímico: la pared del bacilo retenía el colorante frente al ácido. La propiedad. El reactivo que él usaba —agua de anilina— era inestable y difícil de preparar. Aquí entra en escena Franz Ziehl (1857-1926), bacteriólogo alemán, que en agosto de 1882 sustituyó la anilina por una solución de ácido carbólico (fenol) al 5 %, mucho más estable y reproducible. Y un año después, en julio de 1883, el patólogo Friedrich Neelsen (1854-1894) ajustó la concentración de fucsina y fijó el protocolo en la forma que se sigue utilizando: fucsina fenicada en caliente, decoloración con alcohol-ácido, contraste con azul de metileno.

Ziehl y Neelsen, curiosamente, nunca trabajaron juntos y probablemente no llegaron a conocerse. La técnica acabó llamándose tinción de Ziehl-Neelsen por una concatenación bibliográfica que dejó fuera precisamente a quien había descubierto el fundamento. Joseph Kinyoun, microbiólogo del Servicio de Salud Pública de los Estados Unidos, publicó en 1915 una variante que prescindía del calentamiento sustituyéndolo por concentraciones más altas de fenol y de fucsina —la tinción de Kinyoun, todavía vigente para acidorresistentes débiles—. Más tarde, con la llegada de la microscopía de fluorescencia, los colorantes auramina y rodamina ocuparon el lugar de la fucsina en muchos laboratorios, sin cambiar el fundamento bioquímico: la cera de la pared sigue siendo la responsable.

Diferenciación con la clasificación de Gram

La tinción de Gram, diseñada por Hans Christian Gram en Copenhague en 1884 —dos años después del trabajo de Ehrlich—, separa a las bacterias en grampositivas y gramnegativas según retengan o no el cristal violeta tras decoloración con alcohol o acetona. Las micobacterias, oficialmente, se consideran grampositivas por su pared con peptidoglicano y por la ausencia de membrana externa típica de las gramnegativas, pero en la práctica del laboratorio no se tiñen bien con esta técnica: el colorante no atraviesa la capa cerosa. De ahí que se diga, con cierta licencia, que son "bacterias que no entran en Gram".

Conviene distinguir tres situaciones que a veces se mezclan en la literatura no especializada. Una bacteria puede ser grampositiva y no acidorresistente (la inmensa mayoría: estafilococos, estreptococos, clostridios). Puede ser grampositiva y acidorresistente (las micobacterias, las nocardias). Y puede ser gramnegativa, lo que excluye la acidorresistencia por la propia arquitectura de su pared. La acidorresistencia no es, por tanto, una alternativa a Gram, sino una propiedad adicional que, cuando aparece, sirve para identificar un nicho bacteriano muy concreto.

Preguntas frecuentes

¿De dónde viene la expresión "ácido-alcohol resistente"?

Procede del decolorante que se emplea para diferenciar estas bacterias del resto: una mezcla de ácido (nítrico, sulfúrico o clorhídrico) y alcohol etílico. La denominación describe exactamente el experimento de laboratorio: la bacteria resiste la decoloración por ácido y por alcohol. El término fue acuñado a finales del XIX, en alemán como säurefest y en inglés como acid-fast; la forma compuesta española "ácido-alcohol resistente" se consolidó a lo largo del siglo XX en la literatura microbiológica.

¿Por qué las micobacterias no se tiñen con la tinción de Gram?

Por su pared. La capa de ácidos micólicos que recubre el peptidoglicano se comporta como una cera hidrofóbica que el cristal violeta y la safranina, ambos disueltos en agua, atraviesan con dificultad. Si se prolonga la exposición o se aplica calor, las micobacterias pueden teñirse débilmente como grampositivas, pero el método es poco fiable y de bajo rendimiento. Por eso el microbiólogo recurre a tinciones específicas —Ziehl-Neelsen, Kinyoun, auramina— diseñadas para forzar la entrada del colorante y aprovechar después la retención característica.

¿Todas las bacterias acidorresistentes son patógenas?

No. La inmensa mayoría de las micobacterias y de los géneros emparentados son ambientales —viven en aguas, suelos, biopelículas industriales— y no producen enfermedad en humanos. Solo una pequeña fracción se asocia con patología clínica, y de esa fracción, dos especies acumulan casi toda la carga sanitaria mundial: el bacilo de Koch y el bacilo de Hansen.

¿Es lo mismo BAAR que tuberculosis?

No exactamente. BAAR (bacilo ácido-alcohol resistente) es un descriptor microbiológico: dice que en la muestra hay un bacilo con la propiedad de tinción característica. La inmensa mayoría de los BAAR encontrados en muestras respiratorias en zonas de alta endemia tuberculosa son, efectivamente, Mycobacterium tuberculosis, pero también podrían corresponder a una micobacteria no tuberculosa o, más raramente, a Nocardia. La identificación definitiva exige cultivo o técnicas de amplificación molecular sobre la propia muestra.

¿Qué muestras biológicas se examinan habitualmente con esta técnica?

La más clásica es el esputo, por la frecuencia de la tuberculosis pulmonar. También se aplica a líquido pleural, líquido cefalorraquídeo, orina, jugo gástrico, aspirados ganglionares, biopsias tisulares y, en el caso de la lepra, raspados de mucosa nasal o de lesiones cutáneas. La sensibilidad varía mucho: en pulmón, la baciloscopia detecta el bacilo solo cuando la concentración supera unos 10.000 microorganismos por mililitro, por lo que un resultado negativo no descarta la infección.

Referencias

1. MedlinePlus en español. Pruebas de bacilos acidorresistentes (BAAR).
2. Nardell EA. Manual MSD, versión para profesionales. Tuberculosis.
3. Real Academia Española. Acidorresistente. Diccionario de la lengua española.
4. Organización Panamericana de la Salud. Manual para el diagnóstico bacteriológico de la tuberculosis. Parte 1: Baciloscopia.